Иммунный статус анализ прививки

Сейчас многие тестируются на антитела к “короне”: кто-то хочет знать, не переболел ли он бессимптомно, кто-то – оценить состояние после прививки. Лаборатории предлагают разные тесты – и наши, и зарубежные. Как не запутаться и сдать именно тот анализ, какой нужен? На вопросы “РГ-Неделе” ответил глава НЦ молекулярно-генетических исследований ДНКОМ Андрей Исаев.

Для ПЦР-теста берется мазок из носоглотки, а для теста на антитела берут кровь из вены. Фото: Getty Images

Для чего сдают тесты на антитела?

Тесты выполняются на наличие антител (иммуноглобулинов) IgA, IgM и IgG.

– Антитела IgA первыми вырабатываются нашей иммунной системой в ответ на вторжение вируса – если тест на них положительный, значит, человек находится в острой фазе заболевания (даже если у него нет симптомов).

– Антитела IgM начинают вырабатываться позже, где-то на 3-4-й день после возникновения симптомов – этот тип антител также является маркером первичной инфекции. Обычно исследование на антитела IgM используется как вспомогательное – для уточнения фазы инфекционного процесса.

– Антитела IgG начинают вырабатываться примерно через 10-14 дней после появления симптомов. Их появление указывает на то, что у человека сформировался долговременный иммунитет. То есть речь идет либо о поздней фазе заболевания, когда больной уже выздоравливает, либо о том, что человек переболел COVID-19 раньше.

Какой тест можно сделать перед прививкой?

Сейчас тесты на антитела IgG чаще всего выполняют люди, которые собираются пройти вакцинацию, чтобы убедиться, что они не перенесли COVID-19 раньше бессимптомно и у них нет иммунитета, полученного естественным путем. Если тест показывает положительный титр антител IgG, вакцинацию можно отложить.

А если человек хочет проверить уровень антител после прививки? Сейчас многие сравнивают свои показатели.

Надо понимать, что тесты, которые используют в лабораториях, разные и шкалы у них используются тоже разные. Поэтому если пытаться сравнивать результаты (хотя большого смысла в этом нет), то надо по меньшей мере быть уверенным, что вы выполняли тестирование одним и тем же тестом.

Что такое “коэффициент позитивности”?

Для определения уровня антител после прививки в большинстве случаев используются полуколичественные тесты. Они не показывают точное количество образовавшихся антител. Но с их помощью можно оценить интенсивность иммунного ответа – по яркости свечения образца, если тест проводится методом иммуноферментного анализа (ИФА).

Тесты разных производителей имеют разную шкалу. В большинстве случаев в государственных лабораториях используют тест-системы “Вектор-бест”, и у них уровень отсечки равен 1. То есть если показатель ниже – антител нет. От 1 до 1,1 – так называемая серая зона. Если же результат выше 1,1 – значит, мы имеем яркую положительную реакцию иммунной системы.

“Коэффициент позитивности” показывает, во сколько раз уровень антител в пробе превышает пороговый уровень их распознавания. Так что, например, показатель 15, о котором недавно сказал президент, – это хороший результат. Примерно такой же и даже больше коэффициент позитивности иммунного ответа имеют большинство привитых “Спутником V” или “КовиВаком”.

При этом еще раз отмечу, что у других производителей тестов шкала может быть другой и показатели, соответственно, тоже. При этом, получая результат теста в лаборатории, вы всегда можете увидеть на бланке референсные значения и сравнить результат с ними.

Каким тестом можно проверить поствакцинальный иммунитет?

Такой тест называется “Количественное определение антител к RBD домену S1 белка коронавируса (антитела IgG)” (выполняется методом хемилюминесцентного иммуноанализа сыворотки и плазмы крови, Abbot).

Это количественный анализ на IgG-антитела. Он поможет оценить иммунный ответ и в случае заражения (или перенесенного COVID-19), и для контроля поствакцинального иммунитета.

Когда делать:

– на текущую или перенесенную инфекцию не ранее чем через три недели после появления симптомов или получения положительного результата ПЦР-теста;

– для оценки поствакцинального иммунитета через три недели после второй дозы вакцины.

Во всех аэропортах пассажиров информируют о необходимости тестирования. Фото: Валерий Шарифулин / ТАСС

О чем говорят результаты:

< 50.0 AU/mL отрицательно:

антитела к патогену отсутствуют или на очень низком уровне.

Это может быть период ранней инфекции или у пациента не исключены нарушения функций иммунной системы.

≥ 50.0 AU/mL положительно:

есть иммунный ответ на инфекцию либо сформировался поствакцинальный ответ.

Нужны ли повторные исследования?

Со временем напряженность иммунитета и в случае перенесенного заболевания, и после вакцинации уменьшается. По мнению инфекционистов, чем выше уровень антител, тем ниже риск повторного заражения, а также вероятность тяжелого течения и осложнений при COVID-19.

При этом делать повторный тест, чтобы оценить, как падает уровень антител, рекомендуется не чаще чем раз в полгода.

Есть тесты на антитела, которые не показывают поствакцинальный иммунитет?

Да. Это, например, тест на “Антитела к нуклеокапсидному белку (N) коронавируса IgG (выполняется методом хемилюминесцентного иммуноанализа сыворотки и плазмы крови, Abbot).

Этот тест не используется для оценки иммунного статуса после прививки. Дело в том, что антитела к нуклеокапсидному белку (N) вируса SARS-CoV-2 вырабатываются только после перенесенного заболевания. Вакцинация выработку этих антител не стимулирует, поэтому этот тест бесполезно применять для оценки поствакцинального иммунитета.

Этот тест назначают:

• для оценки предполагаемого иммунного статуса пациента после перенесенного или на поздней фазе (выздоровление) заболевания COVID-19;
• для оценки иммунного статуса пациента, в качестве вспомогательного метода диагностики коронавирусной инфекции, совместно с результатами других лабораторных исследований и клинических данных о пациенте.

О чем говорят результаты

отрицательно < 1,4 – negative (антитела не обнаружены);

положительно > 1,4 – positive (антитела обнаружены).

Для чего нужно сдавать ПЦР-тест на COVID-19?

Этот тест сдается, чтобы проверить, болен ли человек или, возможно, является носителем вируса (даже если у него нет никаких симптомов нездоровья), выделяет ли он в настоящий момент вирус из верхних дыхательных путей, то есть является источником инфекции для окружающих.

Это единственный и ставший уже стандартным тест для туристов: при въезде практически все страны требуют предъявить справку о тесте, сданном перед отъездом. После возвращения из поездки тест придется сдать еще дважды и результат загрузить на портал госуслуг.

Кроме того, можно сдать ПЦР-тест, чтобы убедиться, что вы здоровы, то есть исключить бессимптомное течение заболевания. Это может понадобиться, если, например, вам предстоит встреча с пожилыми родственниками и вы не хотите рисковать их здоровьем. Кроме того, с помощью такого тестирования можно проверить, не заразились ли вы коронавирусом, если вы точно знаете, что контактировали с заболевшим.

Как правильно сдавать тесты?

Для теста ПЦР: берется мазок биоматериала со слизистой носоглотки. Анализ сдается натощак либо через три часа (или позже) после еды. За три часа до взятия мазка нельзя чистить зубы, полоскать рот, пить, жевать жевательную резинку, применять антисептические таблетки, полоскания и спреи.

Для теста на антитела: берется кровь из вены. Сдавать кровь нужно натощак утром или днем не менее чем через четыре часа после последнего приема пищи.

Источник

[20-067] Иммунологическое обследование первичное

9115 руб.

Это исследование включает в себя комплексную оценку субпопуляционного состава лимфоцитов, уровня циркулирующих иммунных комплексов, основных классов иммуноглобулинов и С3-, С4-компонентов комплемента периферической крови. Такой набор тестов позволяет уточнить степень поражения иммунной системы, подобрать препарат для адекватной иммунокорригирующей терапии, оценить эффективность проводимого лечения, дать прогноз течения заболевания.

* Результаты исследования выдаются с заключением врача – аллерголога-иммунолога, доктора медицинских наук.

Набор тестов:

• С3 компонент комплемента
• С4 компонент комплемента
• Суммарные иммуноглобулины класса A в сыворотке (IgA)
• Суммарные иммуноглобулины класса G в сыворотке (IgG)
• Суммарные иммуноглобулины класса M в сыворотке (IgM)
• Состояние клеточного звена иммунитета
• Циркулирующие иммунные комплексы (ЦИК)
• Лейкоцитарная формула

Синонимы русские

Иммунограмма, иммунофенотипирование, клеточный иммунитет, многоцветный клеточный анализ методом проточной цитометрии.

Синонимы английские

Human Immune System, Immunophenotyping, Multicolor Flow Cytometry Cell Analysis, Human Leukocyte Differentiation Antigens.

Метод исследования

Проточная цитометрия.

Какой биоматериал можно использовать для исследования?

Венозную кровь.

Как подготовиться к исследованию?

• Исключить из рациона алкоголь в течение 24 часов до исследования.
• Не принимать пищу в течение 12 часов до исследования.
• Полностью исключить прием лекарственных препаратов в течение 24 часов перед исследованием (по согласованию с врачом).
• Исключить физическое и эмоциональное перенапряжение в течение 24 часов до исследования.
• Не курить в течение 30 минут до исследования.

Общая информация об исследовании

В современном понимании иммунный статус человека – это совокупность лабораторных показателей, характеризующих ко­личественную и функциональную активность клеток иммунной системы в данный момент времени. Оценка иммунного статуса проводится с помощью иммунологического лабораторного обследования – иммунограммы. Иммунограмма крови не отража­ет избирательно состояние патологически измененного органа или системы, но позволяет оценить иммунную систему в целом (сум­марный эффект изменения активности иммунной системы в ответ на чужеродный антиген).

Определение клеточного состава (иммунофенотипирование) лимфоцитов крови – основной компонент в оценке иммунного статуса – выполняется методом проточной цитофлюориметрии.

Иммунофенотипирование – это характеристика клеток, полученная при помощи моноклональных антител или каких-либо других зондов, позволяющих судить об их типе и функциональном состоянии по наличию того или иного набора клеточных маркеров.

Иммунофенотипирование лейкоцитов заключается в обнаружении на их поверхности маркеров дифференциации, или CD-антигенов. Лейкоциты экспрессируют ряд поверхностных и цитоплазматических антигенов, уникальных для своей субпопуляции и стадии развития.

CD-антигены (англ. cluster of differentiation antigens) – это антигены на поверхности клеток, маркеры, отличающие одни типы клеток от других. Дифференциации этих антигенов изучены и стандартизованы, им присвоены определенные номера. CD могут быть распознаны с помощью соответствующих моноклональных антител. Используя флюоресцентно меченные моноклональные антитела, связывающиеся с определенными CD, можно с помощью метода проточной цитометрии рассчитать содержание лимфоцитов, относящихся к различным по функции или стадии развития субпопуляциям.

В основе проточной цитофлюориметрии лежит фотометрическое и флюоресцентное измерение отдельных клеток, пересекающих одна за другой вместе с потоком жидкости луч монохроматического света, обычно света лазера.

Метод позволяет не только определить количественное соотношение основных популяций лимфоцитов –

• Т-лимфоциты (CD3+CD19-),
• Т-хелперы/индукторы (CD3+CD4+CD45+),
• Т-цитотоксические лимфоциты (Т-ЦТЛ) (CD3+CD8+CD45+),
• истинные натуральные “киллеры” (NK-клетки) (CD3-CD56+CD45+),
• В-лимфоциты (CD19+CD3-), –

но и оценить малые клеточные популяции, а также изучить их функциональную активность:

• Т-лимфоциты, экспрессирующие маркеры NK-клеток (Т-NK-клетки) (CD3+CD56+CD45+),
• NK-клетки, экспрессирующие альфа-цепь антигена CD8 (CD3-СD8+CD45+),
• активированные В-лимфоциты (CD3-CD25+CD45+),
• активированные Т-лимфоциты (CD3+HLA-DR+CD45+) и активированные цитотоксические лимфоциты (CD8+HLA-DR+CD45+),
• В-лимфоциты и активированные NK-клетки (CD3-HLA-DR+CD45+),
• активированные Т-лимфоциты, экспрессирующие альфа-цепь рецептора ИЛ-2 (CD3+CD25+CD45+),
• регуляторные Т-хелперные клетки (CD4+CD25brightCD127negCD45+), выполняющие иммуносупрессорную функцию.

Такое всестороннее изучение клеточного состава лимфоцитов в совокупности с результатами других тестов, входящих в состав исследования, позволяет установить более тонкие механизмы иммунологических нарушений, уточнить степень и глубину поражения иммунной системы и подобрать препарат для последующей адек­ватной иммунокорректирующей терапии, оценить эффективность проводимого лечения, дать прогноз заболевания.

Когда назначается исследование?

Исследование рекомендовано для комплексного обследования пациентов, входящих в группу риска по четырем основным иммунопатологическим синдромам.

С инфекционным синдромом:

• частые ОРВИ, хронические инфекции ЛОР-органов (гнойные синуситы, отиты, периодически встречающиеся лимфадениты, пневмонии с тенденцией к рецидивированию, бронхоплевропневмонии);
• бактериальные инфекции кожи и подкожной клетчатки (пиодермии, фурункулез, абсцессы, флегмоны, септические гранулемы, рецидивирующий парапроктит у взрослых);
• урогенитальные инфекции;
• грибковые поражения кожи и слизистых оболочек, кандидоз, паразитарные инвазии;
• рецидивирующий герпес различной локализации;
• гастроэнтеропатия с хронической диареей неясной этиологии, дисбактериозом;
• длительный субфебрилитет, лихорадка неясной этиологии;
• генерализованные инфекции (сепсис, гнойные менингиты).

С аллергическим (атопическим) синдромом:

• атопический дерматит;
• нейродермит;
• экзема с инфекционным компонентом;
• тяжелая атопическая бронхиальная астма, поллиноз, хронический астматический бронхит.

С аутоиммунным синдромом:

• ревматоидный артрит;
• рассеянный склероз;
• диффузные заболевания соединительной ткани (системная красная волчанка, склеродермия, дерматомиозит);
• аутоиммунный тиреоидит;
• неспецифический язвенный колит.

С иммунопролиферативным синдромом:

• опухолевые процессы в иммунной системе (лимфомы, болезнь Ходжкина, острый и хронический лимфолейкоз, саркома Капоши).

Что означают результаты?

Уровень различных клеточных популяций лимфоцитов может повышаться или понижаться при различных патологических процессах в организме, таких как инфекции, аутоиммунные и онкологические заболевания, иммунодефициты, в постоперационном периоде, при трансплантации органов.

Ниже представлена таблица с клиническими ситуациями, которые могут приводить к изменениям в субпопуляционном составе лимфоцитов.

К каждой иммунограмме прилагается письменное заключение врача-иммунолога.



Важные замечания

Для диагностики патологий результаты этого исследования необходимо сопоставлять с клиническими данными и показателями других лабораторных анализов. Также следует отметить, что клиническую значимость исследования существенно повышает оценка иммунологического статуса пациента в динамике.

Литература

• Хаитов, Р. М. Аллергология и иммунология : национальное руководство / под ред. Р. М. Хаитова, Н. И. Ильиной. – М. : ГЭОТАР-Медиа, 2009. – 656 с.
• Хаитов, Р. М. Руководство по клинической иммунологии. Диагностика заболеваний иммунной системы : руководство для врачей / Р. М. Хаитов, Б. В. Пинегин, А. А. Ярилин. – М. : ГЭОТАР-Медиа, 2009. – 352 с.
• Зуева Е. Е. Иммунная система, иммунограмма : рекомендации по назначению и применению в лечебно диагностическом процессе / Е. Е Зуева, Е. Б. Русанова, А. В. Куртова, А. П. Рыжак, М. В. Горчакова, О. В. Галкина – СПб. – Тверь: ООО “Издательство “Триада”, 2008. – 60 с.
• Кетлинский, С. А. Иммунология для врача / С. А. Кетлинский, Н. М. Калинина. СПб. : Гиппократ, 1998. – 156 с. Ярилин, А. А . Иммунология : учебник / А. А. Ярилин. – М. : ГЭОТАР-Медиа, 2010. – 752 с.
• Хаитов, Р. М. Иммунология : атлас / Р. М. Хаитов, А. А. Ярилин, Б. В. Пинегин.М. : ГЭОТАР-Медиа, 2011. – 624 с.
• Хаитов, Р. М. Иммунология : учебник / Р.М. Хаитов. – М. : ГЭОТАР-Медиа, 2009. – 320 с.
• Хаитов, Р. М. Оценка иммунного статуса человека в норме и при патологии / Р. М. Хаитов, Б. В. Пинегин // Иммунология. – 2001. – N4. – С. 4-6.
• Whiteside, T. L. Role of Human Natural Killer Cells in Health and disease / T. L. Whiteside, R. B. Herberman // Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. – 1994. – Vol. 1, №2. – P. 125-133.
• Ginadi, L. Differential expression of T-cell antigens in normal peripheral blood lymphocytes : a quantitative analysis by flow cytometry / L. Ginadi, N. Farahat, E. Matutes [et al.] // J. Clin. Pathol. – 1996. – Vol. 49, № 1. – P. 539-544.
• Merser, J.C. Natural killer T-cells : rapid responders controlling immunity and disease / J.C. Merser, M.J. Ragin, A. August // International J. Biochemistry & Cell Biology. – 2005. – № 37. – P. 1337-1343.
• Никитин, В. Ю. Маркеры активации на Т-хелперах и цитотоксических лимфоцитах на различных стадиях хронического вирусного гепатита С / В. Ю. Никитин, И. А. Сухина, В. Н. Цыган [и др.] // Вестн. Рос. Воен.-мед. акад. – 2007. – Т. 17, № 1. – С. 65-71.
• Boettler, T. T cells with CD4+CD25+ regulatory phenotype suppress in vitro proliferation of virus-specific CD8+ T cells during chronic hepatitis C virus infection / T. Boettler, H.C. Spangenberg, C. Neumann-Haefelin [et al.] // J. Virology. – 2005. – Vol. 79, N 12. – P. 7860-7867.
• Ormandy, L.A. Increased Populations of Regulatory T Cells in Peripheral Blood of Patients with Hepatocellular Carcinoma / L.A. Ormandy, T. Hillemann, H. Wedemeyer [et al.] // J. Cancer Res. – 2005. -Vol. 65, N 6. – P. 2457-2464.
• Sakaguchi, S. Naturally arising FoxP3-expressing CD4+CD25+ regulatory T cells in immunological tolerance to self- and non-self / S. Sakaguchi // Nature Immunol. – 2005. – Vol. 6, N 4. – P. 345-352.
• Romagnani, S. Regulation of the T cell response / S. Romagnani // Clin. Exp. Allergy. – 2006. – Vol. 36. – P. 1357-1366.
• Хайдуков С. В., Основные и малые популяции лимфоцитов периферической крови человека и их нормативные значения (метод многоцветного цитометрического анализа) / Хайдуков С. В., Зурочка А. В., Тотолян А. А., Черешнев В. А. // Мед. иммунология. – 2009. – Т. 11 (2-3). – С. 227-238.

Источник